在细胞治疗与免疫研究领域，T细胞的无血清培养技术正成为突破性进展的核心支撑。该技术通过消除血清干扰，显著提升实验可重复性与治疗安全性。
以下结合最新研究与实践，梳理无血清培养的关键要素：
01 培养基动态管理
更换策略：每2-3天更换≥50%培养基，同步将细胞密度调整至0.5-1.0×10⁶个细胞/mL
监测指标：依据细胞密度、酚红指示剂（红→橙/黄提示pH下降）、培养时长及实验节点综合判断
操作规范：更换后轻柔混匀，避免机械损伤
02 溶解氧（DO）精准控制
无血清体系需更高溶氧水平（传统培养的1.2-1.5倍）
静态培养关键：培养基厚度≤3mm（如24孔板每孔≤1mL），保障气液界面氧扩散效率
建议使用带氧传感的生物反应器实时监控
03 基因编辑时序优化
电穿孔/转染后细胞膜修复需充足时间（无血清环境脂质有限）
黄金窗口期：-细胞激活与首次基因编辑间隔≥72小时；-多次编辑步骤间间隔48-72小时
继续操作阈值：细胞活率≥70%（低于此值需暂停待恢复）
04 病毒转导时机
T细胞激活后24-48小时为慢病毒转导效率峰值期
提前进行CD3/CD28抗体刺激，确保细胞进入活化状态
无菌控制：全程超净台操作，试剂/耗材高压灭菌
培养容器：优先选择低吸附材质的孔板或培养瓶，液面高度维持2-5mm（培养液：气相≈1:10）
理化参数：-pH 7.0-7.2（耐受范围6.6-8.0）；-温度37℃ ± 0.5℃，CO₂ 5%，湿度饱和
替代血清方案：采用无血清培养基，避免批次差异及外源因子风险
失败类型 | 主要原因 | 解决方案 |
污染 | 细菌/真菌污染 | 强化无菌操作，定期环境监测 |
细胞生长抑制 | pH失控（<6.8或>7.6） | 每日校准CO₂浓度，密封容器 |
转导效率低 | 激活剂浓度失当 | 优化ConA/PHA/IL-2剂量及效价验证 |
扩增失败 | 接种密度偏差（>10⁷或<10⁵/mL） | 精确计数，清除红细胞污染 |
注：个体差异（如供体年龄）显著影响扩增效果，青年供体细胞通常更具增殖优势。
消除血清批次变异，提升数据可比性
规避外源病毒污染风险，符合临床级细胞制备规范
简化下游纯化流程，降低治疗产品成本
支持精准微环境调控，助力机制研究
随着GMP级无血清培养基的普及，该技术已成为CAR-T等先进疗法的基石。研究者需建立标准化操作流程，严控时序参数与环境变量，方能释放无血清培养的最大潜力。
为什么选择吉诺？
高效：经优化的无血清培养基，细胞培养效率更高；性能优异，支持T细胞快速增殖和高密度培养，可用于大规模工艺流程；
适用性强：适合于多种T细胞激活方法，可支持较长周期的稳定培养（＞14天）；
安全：无血清，无异源体，原材料经严格检测，成分安全可靠。
T细胞培养液-T细胞活化扩增研发（day14-3组）-- 效能无显著性差异，细胞杀伤性优于进口竞品
吉诺研发培养液：
杀伤效能明显优于进口竞品培养液-T，且细胞形态变化更明显（凋亡，空洞状）
具有优异的细胞扩增效能
